КЕНОКОКС КЛИНЕР – новый препарат для профилактики кокцидиозов цыплят и ремонтного молодняка

Краснобаев Ю.В. – канд. биологических наук, каф. птицеводства и болезней птиц ФГОУ ВПО МГАВМиБ имени К.И. Скрябина, Сафиуллин Р.Т. – Доктор ветеринарных наук, профессор, заведующий проблемной лабораторией ВИГИС.

Не секрет, что предотвратить болезни – всегда выгоднее, чем лечить. Однако при кокцидиозах эта задача до сегодняшнего дня оставалась трудно выполнимой. В числе основных средств борьбы с кокцидиозами являются кокцидиостатики. Необходимо учесть что, кокцидии способны вырабатывать резистентность к любому известному препарату. Происходит изменение характера метаболических процессов и появление мутагенных устойчивых форм, а также размножение природно-резистентных штаммов (Елисеева Е.Н. 2003). Причем сформированная резистентность к препарату генетически передается потомству и сохраняется у эймерий неопределенное время (Кириллова А.И., Мишина В.С.). Для увеличения стабильной эффективности кокцидиостатиков разработаны различные ротационные программы. При этом нельзя забывать и о требованиях безопасности в отношении готовой продукции, а именно нахождения в ней остаточных количеств кокцидиостатиков и их метаболитов. Кроме того, известно что, кокцидиостатики, вызывают раздражение слизистой оболочки кишечника, приводящего к нарушению усвояемости корма, а, следовательно, и его конверсии. Все это может привести к задержке роста и развития цыплят и ремонтного молодняка.
Альтернативой применения кокцидиостатиков является иммунопрофилактика, осуществляемая с помощью вакцин. Но в птицеводстве, при выращивании ремонтного молодняка, схема вакцинации начиная с первого дня жизни и так максимально насыщена, и к тому же вакцинация дает дополнительную нагрузку на иммунное состояние птицы, что создает предпосылки для развития других заболеваний и отражается на последующей продуктивности. Кроме того, в некоторых случаях использование живых вакцин вызывает реакции, похожие на естественный кокцидиоз, что требует незамедлительного лечения.

К сожалению, часто вакцинация и кокцидиостатики не полностью подавляют развитие эймерий, заболевание приобретает скрытый характер – без видимых проявлений. Резистентность и продуктивность такой птицы резко снижается, и гибель может наступить от любого другого заболевания.

Выйти из сложившейся ситуации можно с помощью санитарно-гигиенических мероприятий, направленных на уничтожение паразита во внешней среде, что обезопасит цыпленка хотя бы в первые дни после посадки в птичник и позволит нормально развиваться.

Ооцисты кокцидий покрыты плотной защитной оболочкой и очень устойчивы во внешней среде. Использование традиционных химических дезинфектантов (растворов 2-3% формалина, 2% едкого натрия, 5% кальцинированной соды, 3-5% креолина, 4% ксилонафта, раствора хлорной извести с содержанием 3% активного хлора, 20% взвеси свежегашеной извести и других) не дают значимого результата. Применение специфических препаратов, для уничтожений ооцист во внешней среде требуют длительной экспозиции и температуры рабочего раствора около 80°С, что связано с дополнительными затратами на нагревание воды. К физическим способам, в первую очередь, можно отнести использование пламени огня, но из-за пожарной безопасности и возможности разрушения оборудования и конструкций, использование данного способа часто не возможно. В связи с этим актуальной задачей является изыскание новых средств для уничтожения ооцист кокцидий во внешней среде, а, следовательно, профилактика кокцидиозов.

Рекомендуем прочитать:  Диагностика инфекционного бронхита кур. Ситуация в России (2007–2008 гг.)

В последнее время на рынке появился препарат нового поколения – КЕНОКОКС КЛИНЕР (KENOCOX CLEANER). КЕНОКОКС КЛИНЕР содержит поверхностно активные вещества, обладающие естественными очищающими свойствами, а также увлажняющие агенты, что позволяет успешно бороться со всеми видами загрязнений.

В условиях вивария ГНУ ВИГИС и ВНИИТиП сотрудниками ВИГИС проведены лабораторные испытания, целью которых было изучить эффективность различных концентраций растворов препарата КЕНОКОКС КЛИНЕР против спорулированных ооцист кокцидий.

Для проведения опыта по принципу аналогов было сформировано 5 групп по 10 цыплят в каждой (табл. 1). Цыплята были свободны от кокцидий и получали корма без противококцидиозных препаратов. В 14-ти дневном возрасте цыплятам первой, второй и третьей группы перорально давали по 1 мл суспензии, содержащей по 2000 ооцист Eimeria tenella, обработанной 2; 4 и 6%-ми растворами препарата КЕНОКОКС КЛИНЕР соответственно. Для проведения сравнительного лизис-теста цыплятам четвертой группы также давали аналогичную суспензию, однако для обработки использовали 4% раствор фенола. Цыплят из пятой группы заражали суспензией без дополнительной обработки для контроля заражением кокцидиозом.

Таблица 1 Схема опыта

Группа

Препарат и концентрация (%) / доза ооцист (шт/мл)

Количество
цыплят, гол.

1 опытная

Кенокос клинер 2% / 2000 шт./мл

10

2 опытная

Кенокос клинер 4% / 2000 шт./мл

10

3 опытная

Кенокос клинер 6% / 2000 шт./мл

10

4 опытная

Фенол 4% / 2000 шт./мл

10

Контроль

– / 2000 шт./мл

10

За время опыта цыплята всех групп находились в аналогичных условиях содер жания и имели одинаковый рацион. За цыплятами в течение всего периода опыта вели ежедневные клинические наблюдения за общим состоянием и поведением, приемом корма и воды, видимыми клиническими признаками, характерными для кокцидиоза. Для определения ооцист в помете, от цыплят каждой группы отдельно с 6 по 12-е сутки после заражения ежедневно собирали и исследовали весь помет. Наличие ооцист в помете определяли флотационным методом с подсчетом их в камере Мак Мастера (подсчет вели по 6 камерам в каждый период исследования). Эффективность дезинвазии разных концентраций препарата, а также 4%-ой концентрации базового препарата фенола определяли исходя из процента снижения выделения ооцист эймерий после воздействия на них отмеченными препаратами по сравнению с цыплятами контрольной группы.

Рекомендуем прочитать:  Трициллин для КРС — инструкция по применению присыпки

В ходе проведения опыта можно отметить следующие результаты. Через 5 суток после назначения суспензии ооцист результаты взвешивания показали, что цыплята 1; 2 и 3 группы, которым назначили суспензии, обработанные различными концентрациями КЕНОКОКСА КЛИНЕР, имели средний прирост к исходной массе тела 301,5; 342,2 и 366,5 г соответственно. Цыплята 4 группы, получавшие суспензию, обработанную фенолом, имели средний прирост к исходной массе тела 300,4 г. Средний прирост к исходной массе тела через 5 суток в контрольной группе составил только 288,9 г (табл. 2).

Таблица 2 Изменение живой массы цыплят через 5 суток после заражения (n=10)

Группа

Средняя по группе живая масса цыплят на момент заражения, г

Средняя по группе живая масса цыплят через 5 суток после заражения, г

Прирост за 5 суток

г

%

1 опытная

260,5 ± 5,9

562,0 ± 16,7

301,5

215,7

2 опытная

255,3 ± 9,7

597,5 ± 22,1

342,2

234,0

3 опытная

240,6 ±12,0

607,1 ± 33,6

366,5

252,3

4 опытная

256,7 ± 11,7

557,1 ± 22,2

300,4

217,0

Контроль

270,3 ± 8,5

559,2 ± 51,6

288,9

206,8

Полученные результаты показали, что у цыплят контрольной группы, а также 4-й опытной группы, инвазионный процесс, вызванный спорулированными ооцистами Eimeria tenella, протекал более интенсивно и оказал свое влияние на прирост живой массы. Дальнейшие исследования по определению количества выделяемых с пометом ооцист подтвердили полученные результаты.

Согласно условиям опыта с 6 по 12 сутки после заражения из каждой группы собирали помет и проводили копроскопические исследования (табл. 3). При определении количества ооцист в фекалиях опытных цыплят отмечено их наличие в определенном количестве, но не во всех группах. После обработки суспензии 2% – ным раствором КЕНОКОКС КЛИНЕР ооцисты в помете находили только через 5 суток, при этом процент снижения количества ооцист после воздействия на них препаратом составил 99,65% по сравнению с контрольной группой.

Таблица 3 Динамика выделения ооцист с пометом цыплят (в среднем на 1 камеру)

Рекомендуем прочитать:  Как гламурная киса местных котов "порвала"

Группа

Сутки, после заражения цыплят

6

7

8

9

10

11

12

1 опытная

0,5

2 опытная

3 опытная

4 опытная

0,16

19,5

8,7

2,5

1,2

1,0

8,7

Контроль

0,16

23,2

38,2

17,5

29,5

13,0

21,5

При исследовании проб помета от цыплят 2 и 3-й групп, которым давали суспензию ооцист, обработанную 4 – 6% – ным раствором КЕНОКОКС КЛИНЕР ни в одном случае ооцист не находили. После убоя цыплят, наличие возбудителя кокцидиоза (Е. tenella) на слизистой оболочке кишечника не обнаружено, что дает нам основание говорить о 100% эффективности препарата в отмеченных концентрациях против ооцист кокцидий птиц.

У цыплят 4-й опытной группы, которым назначали суспензию ооцист, обработанную 4% – ной концентрацией фенола (базовый препарат) ооцисты в помете находили во все сроки исследований (с 1 по 7 день), однако их количество было ниже, чем в контроле. Эффективность фенола в 4% – ной концентрации составила 70,79%.

Цыплята контрольной группы, получившие по 2000 спорулированных ооцист, во все сроки исследования с пометом выделяли ооцисты. Количество ооцист в 1 г помета по этой группе составило 4080.

Таким образом, проведенные исследования позволяют сделать вывод, что новый препарат КЕНОКОКС КЛИНЕР является наиболее эффективным средством против спорулированных ооцист кокцидий и проявляет высокую активность уже при 2% – ной концентрации в водном растворе. Однако для 100% – ной дезинвазии помещений следует рекомендовать использование 4% – ного раствора указанного препарата.

Применение 4% – ного водного раствора препарата КЕНОКОКС КЛИНЕР, совместно со стандартными процедурами очищения в хозяйстве, улучшает санитарное состояние помещений и позволяет избежать рисков значительных потерь, возникающих при кокцидиозах.

Литература:
1. Бессарабов, Б.Ф. Рецептурный справочник по болезням птиц – Суммы: МКИПП «Мрия», 1992. – 300 с.
2. Елисеева, Е. Эффективные средства профилактики паразитозов // Птицеводство, 2003; N 7. – С. 46-47.
3. Бакулин, В.А. Болезни птиц – С.-Петербург. 2006. – 686 с.
4. Вершинин И.И. Кокцидиозы животных и их дифференциальная диагностика. – Екатеренбург, 1996. – 264 с.
5. Крылов М.В. Определитель паразитических простейших. – С.- Петербург, 1996. – 693 с.

Подготовлено по материалам «VIого Международного Ветеринарного Конгресса по Птицеводству» для webmvc.com

Добавить комментарий