Инфузионная терапия у рептилий

Васильев Д.Б., Дягилец Е.Ю.
Московский зоопарк.

XIII ВСЕРОССИЙСКИЙ ВЕТЕРИНАРНЫЙ КОНГРЕСС

Как и у млекопитающих, жидкость в организме рептилий функционально и анатомически разделяется клеточными мембранами на 2 основных компонента: внутриклеточное пространство (ВКП) и внеклеточное пространство (ВнеКП), состоящее из плазмы и интерстициальной жидкости. У зеленой игуаны в норме общее количество жидкости в организме составляет 71% от массы тела, при этом на долю ВКП приходится около 54%, а ВнеКП – 17%, в том числе 13% интерстициальной жидкости и 4% плазмы (Thorson, 1968). Общее количество крови составляет около 6%. Таким образом, распределение жидкости в организме рептилий сравнимо с тем, что известно для млекопитающих, отличия заключаются в некотором увеличении общего количества жидкости и ее доли во внутриклеточном пространстве.

Для наземных рептилий изотоническим является 0.8% раствор хлорида натрия (приблизительно 274 мосм/л), в отличие от млекопитающих, для которых принят стандарт 0,9% NaCl с осмолярностью 308 мосм/л (Marcus, 1981).

Поэтому осмолярность растворов, которые принято назначать рептилиям, обычно ниже, чем для млекопитающих. Некоторые авторы рекомендуют использовать специфические растворы электролитов, приготовленные специально для рептилий (Marcus,1981; McDonald, 1976). Другие исследователи показывают, что онкотическое давление плазмы у многих рептилий варьирует от 300 до 400 мосм/л, например, у пустынной игуаны Dipsosaurus dorsalis осмолярность плазмы составляет 300 мосм/л (Minnich, 1982), а у небольшого числа исследованных зеленых игуан – до 330 мосм/л (Maxwell, 2003). Поэтому обычный “физраствор” с осмолярностью 308 мосм/м должен быть приемлем, по крайней мере, для игуан. Другие кристаллоидные растворы, обычно применяемые для рептилий, такие как раствор Хартмана (Рингер-лактат, LRS), раствор Рингера-Локка и 5% глюкоза так же, по-видимому, изотоничны для игуан “в чистом виде”, без разведения их водой. Для других видов рептилий, особенно пресноводных, осмолярность раствора не должна превышать 280 мосм/л.

Смеси электролитов для орального применения специально рептилиям выпускают несколько лабораторий в США, но для парентерального введения до сих пор комбинируют фабричные растворы из медицинской практики. Раствор Хартмана (раствор Рингера- лактата, LRS) является изотоническим для млекопитающих (осмолярность 274 мосм/л) и содержит сбалансированный состав электролитов. Рептилиям его можно применять в чистом виде или в разведении для регидратации, замещающей или поддерживающей терапии, особенно для замещения во внеклеточном пространстве, так как содержание натрия в этом растворе соответствует его концентрации во ВнеКП (Senior, 1995).

Для молодых ящериц, у которых почти всегда присутствует умеренная гипокальциемия из-за погрешностей содержания, лучше применять другой раствор, который производит Baxter – так называемый “Сложный раствор натрия лактата” (Dina). Он отличается от раствора Хартмана только двойным количеством ионов кальция и обычно дает более выраженный клинический эффект.

Рекомендуем прочитать:  Домик для кошки: как выбрать при покупке либо изготовить своими руками

В случае выраженного ацидоза можно рекомендовать раствор Рингера ацетата, а не лактата, чтобы избежать лактацидоза. Раствор Хартмана может быть противопоказан ящерицам с почечным синдромом при гиперкалиемии, как, впрочем, и все другие полиионные комплексы электролитов, содержащие калий. В этом случае лучше назначать 0,45% раствор хлорида натрия на 2,5% глюкозе, осмолярность которого около 280 мосм/л. Этот же раствор назначают для поддерживающей терапии уже после коррекции дегидратации и скомпенсированной потери натрия.

Для заместительной терапии лучше назначить комбинацию раствора Рингера-Локка или Рингера-лактата с 5% глюкозой в соотношении 1:1 или эти растворы в чистом виде.

В случае дегидратации с потерей калия, например, при диареях, рвоте и кахексии можно дополнительно вводить в композицию хлорид калия. Добавление глюкозы в композицию электролитов показано при истощении и кахексии, но может быть противопоказано при острой дегидратации. 5% раствор глюкозы (осмолярность 252 мосм/л) практически изотоничен для большинства ящериц, но должен вводиться внутривенно в этой и более высоких концентрациях. При подкожном и оральном введениях концентрация глюкозы не должна превышать 2,5% (Pokras, Sedgwick, Kaufman, 1992).

Гипертонические растворы, такие как 3% раствор натрия хлорида, у млекопитающих применяют для быстрого увеличения объема плазмы, в виде медленных болюсов по 10-20 мл/кг внутривенно, например, при шоковых состояниях. Мы не нашли какой-либо информации о применении гипертонических растворов для рептилий и сами никогда не имели такого опыта. В любом случае, вводить гипертонические растворы этим животным можно только после установления порта в крупной периферической вене.

Эти же ограничения касаются и применения коллоидов. К сожалению, ни у нас, ни за рубежом нет никакого опыта применения плазмозамещающих растворов рептилиям. Мы пытались вводить полиглюкин внутривенно струйно нескольким ящерицам после кровавых операций, но тот опыт слишком мал, чтобы давать какие-либо рекомендации. Многообещающий препарат Перфторан в гуманной медицине давал интересные результаты как средство кислородного транспорта, но в ветеринарии имел очень ограниченное применение. Применять его рептилиям технически возможно только в разведении не менее 1:10 на 5% глюкозе и только после катетеризации вены или внутрикостно, так как препарат очень вязкий. В наблюдаемых случаях мы не отмечали анафилактических реакций, однако опасность паравазата, тромбозов и окклюзий сосуда с последующим некрозом тканей достаточно высока.

Перфторан может иметь некоторые перспективы при коррекции тяжелых кровопотерь, аноксии тканей, ишемиях и длительных постоперационных апноэ у рептилий.

Как дезинтоксикационное средство при лечении рептилий широко применяют гемодез. Его можно вводить внутривенно, внутрикостно, интрацеломически и подкожно. У рептилий препарат обычно не вызывает анафилактических реакций, в отличие от млекопитающих. Гемодез необходимо применять с осторожностью рептилиям с клинически выраженной дегидратацией, так как он способен резко понижать давление. Нельзя применять гемодез животным с гипокальциемией (только на фоне кальций-заместительной терапии), животным с острой почечной недостаточностью и водным рептилиям, которые почему-то переносят его хуже.

Рекомендуем прочитать:  Эстрофантин (Estrofantinum)

Выбор способа введения раствора у рептилий не отличается от такового для млекопитающих. В зависимости от характера, тяжести гиповолемии и размеров животного, применяют оральное, подкожное, внутримышечное, интрацеломическое, внутривенное или внутрикостное введение. При введении больших объемов кристаллоидов или коллоидных растворов необходимо катетеризация крупных периферических вен. В практике с ящерицами удобнее ставить бранюлю в вену голени или предплечья, а мелким животным – в вентральную брюшную вену.

Объем жидкости, необходимый для животных при гиповолемии, можно посчитать по формуле, модифицированной из гуманной медицины, добавляя к дефициту суточную потребность и объем аномальных потерь. Суточная потребность в жидкости у рептилий составляет 15-25 мл/кг или 2-3% от массы тела, у ящериц несколько меньше – 1-2 %, у пустынных видов еще меньше, не более 1 % (Klingenberg, 1998). Кроме того, следуя принципу скейлинга количество жидкости должно прогрессивно снижаться с увеличением массы тела. Для тропических видов, таких как зеленая игуана, суточную потребность в жидкости можно посчитать по формуле (Nagy, 1982):

Суточная потребность (мл) = 45 х Масса тела (кг) 0,67

У больных рептилий, находящихся в состоянии анорексии, такие расчеты проводить бессмысленно. Водный баланс у этих животных резко изменяется вследствие общего снижения скорости метаболизма, влияния воротной системы почек и секвестрации жидкости в мочевом пузыре. Суточная потребность в жидкости у таких животных будет значительно снижаться, и зависимость дефицита от массы тела или биохимических изменений в крови перестанет быть линейной и будет стремиться к нулю. Если мы попытаемся рассчитать объем замещения для рептилии, голодающей в течение одного месяца, и добавим к объему аномальных потерь ежедневную потребность за 1 месяц, то есть 25 мл/кг х 30, то получим в результате гигантскую цифру, совершенно не отражающую истинную ситуацию. Следовательно, в случае острой дегидратации объем замещения рассчитывается также как у млекопитающих, но при этом общая сумма должна получаться примерно в два раза меньше, поскольку в 2 раза снижена суточная потребность. В случае хронического обезвоживания объем замещения следует рассчитывать на основании аномальных потерь, без учета суточной потребности или снижая поддерживающую дозу до 5 мл/кг/сутки. При этом из полученного объема 4% нужно вводить незамедлительно (это соответствует дефициту плазмы), а остальную жидкость – в течение 24-48 часов.

Рекомендуем прочитать:  Породы индюков: виды самых больших, как их выращивать, мясные и яичные виды

Ориентировочные значения при проведении заместительной терапии:

– легкая степень обезвоживания (5-8%) – 30-40 мл/кг в сутки;
– средняя степень обезвоживания (8-12%) – 40-50 мл/кг в сутки;
– тяжелая степень обезвоживания (12-15%) – 60-75 мл/кг в сутки.

При сильной дегидратации заместительный объем с учетом дефицита может составлять 75 – 150 мл/кг в сутки (Frye, 1991). При использовании внутривенных или внутрикостных катетеров возможно регулирование инфузии.

Рекомендуемая скорость непрерывной продолжительной инфузии составляет 2-5 мл/кг/час или 40 мл/кг/сутки в виде 4-6 медленных болюсов при внутрикостном введении. При гиповолемическом шоке скорость может быть увеличена до 1 мл/мин, что соответствует полному замещению ОЦК в течение часа (60 мл/кг/час).

Литература.
1. Frye F.L., 1991. Biomedical and surgical aspects of captive reptile husbandry. Vol. 2. Krieger Publishing Co., Malabar, F., pp. 420-471.
2. Klingenberg R.J., 1998. Reptiles, in Aiello S.E. (ed). The Merck Veterinary Manual. 8-th edn. Merck & Co, Whithehaus Station, NJ, pp. 1402-1421.
3. Marcus L., 1981. Veterinary biology and medicine of captive amphibians and reptiles. Bailliere/Tindall, London.
4. Maxwell L.K., Helmick K.E., 2003. Drug dosages and chemotherapeutics, in Jacobson E.R. (ed). Biology, husbandry, and medicine of the green iguana. Krieger Publishing Co., Malabar, FL, pp. 133-151.
5. Mc Donald H., 1976. Methods for the physiological study of reptile, in Gans C., Dawson W. (eds). Biology of the Reptilia, vol. 5. Physiology-A. Academic Press, London, New York, pp. 19-125.
6. Minnich J., 1982. The use of water, in Gans C., Pough F. (eds). Biology of the Reptilia. Vol. 12. Physiology-C: physiological ecology. Academic Press, London, New York, pp. 325-395.
7. Nagy K., 1982. Field studies of water relations, in Gans C., Pouch F. (eds). Biology of the Reptilia. Vol. 12. Physiology C: physiological ecology. Academic Press, London, New York, pp. 483-501.
8. Pokras M.A., Sedqwick C.J., Kaufman G.E., 1992. Therapeutics, in Beynon P.H., Lawton M.P., Cooper J.E. (eds). Manual of reptiles. Iowa State University Press, Ames, pp. 194-206.
9. Senior D., 1995. Fluid therapy, electrolytes, and acid-base control, in Ettinger S., Feldman E. (eds). Textbook of veterinary internal medicine, vol. 1. W.B. Saunders Co., Philadelphia, pp. 294-312.
10. Thorson T., 1968. Body fluid partitioning in Reptilia. Copeia, pp. 592-601.

Summary
Vasiliev D.B., Diaguiletz E.Y.: Infusion therapy in reptiles. Moscow Zoo
Physiology and liquid distribution in reptiles’ organisms, as well as methods for introduction, selecting solutions for replacement therapy and estimation of replacement volume are discussed.

 

Добавить комментарий